企业官网建设流程全解析

做药物靶点发现的人，这两年几乎都绕不开ABPP。全称Activity-Based Protein Profiling，中文常译成“基于活性的蛋白质谱分析”。我第一次真正用ABPP，是因为一个卡了很久的项目：某个候选激酶在蛋白表达量上非常稳定，可抑制剂活性就是批间波动，后来换ABPP一测，才意识到这个激酶在细胞里根本没“干活”，它被内源抑制物按住了。这个案例让我清楚意识到，药物靶点发现缺的从来不是更高分辨率的表达组数据，而是另一个维度的信息——活性。ABPP要解决的就是这件事：用一个个分子探针，把样本里“正在干活”的蛋白标出来，再靠凝胶或质谱把信号读出来。适合谁？做靶点确认的药化项目、想找共价抑制剂新结合位点的团队、疾病机制研究里的酶谱分析，都可以把它当成一种常规功能组学筛法。这篇文章不止讲概念，我会把探针怎么设计、实验怎么做、数据怎么处理、项目里常见的坑，一并拆开。

1. 传统靶点发现到底漏在哪

1.1 只看蛋白表达量，容易漏掉真正干活的酶

大多数药物靶点发现流程，第一步是拿疾病组和正常组做转录组或定量蛋白质组比较，筛出差异表达基因。这个逻辑本身没问题，但它的前提是“蛋白多了，功能就强；蛋白少了，功能就弱”。这个前提在真实生物学里经常不成立，尤其在蛋白酶、激酶和磷酸酶身上。

我见过一个典型案例：某肿瘤细胞系的基质金属蛋白酶，Western blot显示表达量没有差别，但明胶酶谱实验里，它的降解能力明显更强。后来查机制才发现，酶原激活比例不同。细胞里很多酶是以前体形式合成的，需要被剪切、磷酸化、结合辅因子或从内源抑制蛋白中释放后才获得催化活性。这时候mRNA和蛋白丰度都是“库存”，ABPP标记的是“正在出库且真正能干活的机器”。

另一个容易被漏掉的场景是内源抑制剂。许多蛋白酶在组织里天然携带内源抑制分子，比如丝氨酸蛋白酶抑制蛋白家族。表达量正常的蛋白酶可能有一大半被抑制物“锁住”，它们并不参与病理过程。传统组学把这些锁着的酶也算成靶点，后续做抑制剂筛选就有很高概率踩空，因为你们看到的蛋白实际上没有活性可抑制。

1.2 “有没有蛋白”和“蛋白有没有活性”是两回事

如果只按丰度去找靶点，还会错过一类重要蛋白：翻译后修饰引起的活性变化。磷酸化、乙酰化、泛素化、氧化还原修饰都可能调控酶的活性中心。很多激酶突变后，表达量可能不变甚至下降，但构象转成持续激活态；某些去泛素化酶在炎症信号下活性升高，也没伴随蛋白量变化。这种“活性漂移”在表达组数据里完全隐形。

所以我更愿意把ABPP理解为“功能蛋白质组学”而不是“蛋白质组学的一个分支”。它不测蛋白有多少，而是测蛋白在给定的化学环境下有多容易被活性探针标记。标记效率一旦被竞争性配体、翻译后修饰或构象差异影响，读出来的就是功能态差异。传统组学回答“谁在”，ABPP回答“谁在加班”。

这块也是很多新入坑的朋友容易混淆的：ABPP不是免疫沉淀，也不是针对特定蛋白的活性测试。它就是拿一把化学“钥匙”去开一类蛋白家族的锁，活性中心开着，钥匙才能插进去并留下共价标记；锁生锈了或被人为堵住，钥匙就留不下信号。

2. ABPP凭什么能改写规则

2.1 一个探针完成活性标记：三大模块缺一不可

要理解ABPP为什么能检测活性，必须先看探针结构。一个典型的基于活性的探针，也就是常说的ABP，由三部分构成。

第一部分是反应基团，也叫弹头。它通常是亲电基团，专门和某一类酶活性中心里的亲核残基反应。比如丝氨酸水解酶用氟代膦酸酯，半胱氨酸蛋白酶用乙烯基砜或环氧化物，激酶用酰氧基磷酸酯。弹头决定探针选哪个酶家族，也决定了催化活性是否参与反应。失活的酶即使有亲核残基，也往往因为构象紊乱或催化过程无法进入反应态而标记不上。

第二部分是连接臂。它不直接参与反应，但会影响探针的水溶性、细胞通透性和选择性。连接臂太短，标记基团可能挡住酶靠近弹头；太长又容易增加非特异疏水结合。常规做法是用中等长度的烷基链或聚乙二醇链，把位阻和时间窗调到平衡。

第三部分是标签。最早常用荧光团或生物素，现在主流是炔基或叠氮，先完成标记，后续通过点击化学接上报告基团。标签放在后一步有几个好处：探针体积小，渗透性好；荧光团不会干扰标记反应；后续富集和定量也更灵活。

这三个模块不是等比例拼装那么简单。我在做探针设计时，往往先用模型看弹头朝向，再根据目的蛋白家族的催化三联体构象调整连接臂长度。很多时候商业化的通用探针够用，但要做亚型选择性，就得改连接臂和弹头之间的刚性片段。

2.2 从读丰度到读活性：与传统蛋白质组学的本质差别

蛋白质组学的主流路线是“提取蛋白—酶解—质谱鉴定—定量”。它告诉你样品里有哪些蛋白，浓度多少。ABPP虽然最后也可能会走到质谱，但前面多了一个决定性的步骤：共价标记。

标记过程本身就是一个“功能过滤”。探针只会和那些酶活性中心能够亲核进攻的亲电残基反应。于是，质谱后面看到的蛋白列表，不是全部蛋白，而是“具备特定催化活性或配体结合能力”的蛋白亚群。这就在数据层面做了一个天然的降维。好比查全公司名单和查现在正在生产线上的名单，前者看人头，后者看实际产能。

ABPP和传统蛋白质组学不是替代关系。常见项目里会并行做两组数据：一组是常规牛物素化的全蛋白定量，用来知道蛋白丰度是否改变；另一组是ABPP定量，用来知道活性是否改变。两条线交叉，就能清晰把“因为酶量变化导致活性变化”和“酶量不变但酶活性变化”分开。后一类靶点，恰恰是传统路线最容易漏掉、又是新药差异化机会最大的地方。

2.3 竞争式ABPP，把靶点筛选变成亲和力测量

ABPP还有一个极有用的变形，叫竞争式ABPP。做法很简单：先用待测化合物预孵育样品，让化合物和酶结合；再加入活性探针，探针只能标记剩余未被占据的活性位点；最后比较加了化合物和没加化合物的标记信号。

信号降低得越多，说明化合物对目标酶的占有越强。如果同时对全谱蛋白做定量，还能一次性画出一张“选择性谱图”。传统酶活抑制实验只能告诉你化合物在缓冲液里对一个纯化蛋白的IC50，竞争式ABPP测的是化合物在复杂蛋白环境里对几十上百个酶的结合占有率，这非常接近药物在细胞里真正发生的事。

所以竞争式ABPP常被用来做早期化合物筛选的验证：它不仅能确认候选化合物有没有结合目标靶点，还能帮你看清它有没有顺手结合另一批无关酶。我们项目里至少有两个靶点，都是在竞争式ABPP里发现“主靶点信号下降很漂亮，但好几个脱靶信号也在下降”，从而及时避开后期毒性风险。

3. 实操流程：从样品到候选靶点清单

3.1 样品准备与探针孵育：这些参数最影响结果

下面这套流程是基于我实际跑过多次的通用方案，不同蛋白家族需要微调，但骨架稳定。

第一步是样品制备。细胞样品用温和裂解液，保留酶活性。常用缓冲液包含50 mM Tris、pH 7.5、150 mM NaCl、0.1% Triton X-100和适量蛋白酶抑制剂组合，但不能加丝氨酸蛋白酶抑制剂，因为目标家族可能正好受影响。蛋白浓度需要定量，一般调整到1～5 mg/mL，再用BCA法测准。组织样品要快速液氮研磨，避免反复冻融。

第二步是探针孵育。浓度从低到高先做预实验，比如0.1、0.5、2、10 μM，30分钟到2小时。通用丝氨酸水解酶探针我常用1 μM，孵育60分钟，室温下旋转混匀。孵育太短，弱活性位点标不上；太长，非特异标记会涨。对活细胞内的原位标记，探针浓度和时间需更保守，一般先做细胞活性实验确认探针本身没有明显毒性。

第三步是对照设计。必须包含“未加探针”和“探针加过量不可逆抑制剂预孵育”两组。前一组排除内源性生物素化蛋白带来的背景；后一组验证信号确实来自活性位点竞争，而不是随机共价修饰。

3.2 点击化学与富集：背景高不高的关键步骤

如果探针带炔基，标记完成后需要和叠氮标签做点击化学反应。反应体系通常加CuSO4、TBTA配体、TCEP和生物素-叠氮。CuSO4最终浓度控制在1 mM以下，TCEP不要过量，否则会还原二硫键，导致蛋白结构改变。反应30分钟后，加EDTA终止。

这步决定背景。常见问题是铜催化的点击化学会产生不溶性铜络合物，所以我习惯在反应后用甲醇/氯仿沉淀或脱盐柱去掉多余小分子，再重溶。富集则用链霉亲和素磁珠，4℃旋转结合2小时或过夜。磁珠用量宁多勿少，结合结束后用含0.1% SDS的洗涤液洗三到四次，再换高盐缓冲液洗两次，最后用低浓度去垢剂洗一次。

我个人踩过最大的坑是把SDS加太高导致酶切时蛋白酶失活。富集后的蛋白需要尽量去除SDS再酶解。可以用商品化过滤柱换缓冲液，也可以把洗脱蛋白跑一小段SDS-PAGE，切下胶条后胶内酶解。这个方法虽然时间多两小时，但明显提高质谱鉴定稳定性。

3.3 质谱定量与数据排序：最终候选靶点怎么排

富集下来的蛋白经胰蛋白酶酶解成多肽，再送LC-MS/MS。定量方式选择看实验设计。如果只有两组比较，用无标定量LFQ最快；要是样品多或需要批间比较，建议用TMT标记定量。TMT的好处是所有样品统一进质谱，减少批次差；缺点是标记效率和总肽量需要严格标定，否则差异被不均一标记吃掉。

拿到蛋白定量表后，我会按三个维度排序候选靶点。一是标记肽段的置信度，要求每个蛋白至少有两个唯一肽段支持。二是活性差异倍数，比如疾病组和正常组相比，ABPP信号变化在1.5倍以上的优先看。三是最关键的一步：交叉常规蛋白质组数据。如果这个蛋白在常规蛋白组里丰度无差异，但ABPP信号显著变化，排在最前面；如果丰度和活性同步变化，则属于表达驱动型靶点，价值相对低一些。

输出清单时我会附上探针家族和竞争对照的抑制率。一个候选靶点如果在竞争对照组里信号下降超过70%，说明标记高度特异；如果只下降20%甚至不下降，那可能是探针的非酶活性标记，需要非常谨慎。

3.4 一个模拟项目的完整推进记录

用一个模拟项目X来说明。某肿瘤项目想找丝氨酸水解酶家族的新靶点，样品是A组肿瘤系数以组织和B组对照组织，每组四个生物学重复。

我们用氟代膦酸酯-炔基探针，2 μM孵育90分钟，点击化学接生物素，富集后进行TMT十标定量。第一轮结果里，丝氨酸水解酶有40个被稳定检出，其中12个在肿瘤组ABPP信号显著上调。常规蛋白质组显示，这12个里只有4个丰度同步上调，剩下8个几乎无丰度差异。我们把这8个列为“功能驱动型候选”。

随后用竞争式ABPP跑了一遍一个已知抑制剂库，每个抑制剂设0.01到10 μM十个浓度。结果有3个靶点被浓度依赖地竞争掉，说明这些靶点具备配体结合能力，适合往下做化学优化。其中一个去泛素化酶虽然丰度无变化，但ABPP活性上调3.2倍，且被候选化合物完全竞争。这个靶点最后成了项目验证的优选对象。

这个流程最大价值是：在烧钱做完整药化之前，先知道哪些靶点“真的有活性变化”且“真的能被小分子结合”。ABPP相当于给候选靶点做了两轮资格审查。

4. 哪些药物发现场景被ABPP直接改写

4.1 用疾病活性谱找“表达量不变但活性异常”的靶点

药物靶点发现的第一道工序已经从“找差异表达”变成“找差异活性”。在炎症、肿瘤和代谢病样品里，有大量案例是蛋白量不变但活性状态改变。比如半胱氨酸组织蛋白酶在肿瘤侵袭前沿通过酶原激活增加整体活性，蛋白质丰度测不到这种变化，ABPP的荧光谱图却能在组织切片或裂解液里直接看到信号增强。

这类活性差异靶点有个好处：它们更可能是疾病的“执行者”，而不是“旁观者”。抑制一个表达上调但活性不变的酶，有时只能带来很小表型反应；抑制一个活性显著上调的酶，通常在细胞和动物模型里更容易看到功能关联。

在临床组织样本上做ABPP，需要注意样品质量。组织离体后的时间窗口很短，酶活性很容易被氧化或降解改变。病理样品尽量在手术取下后30分钟内完成裂解并低温保存。活性数据必须同时有对照组验证，否则很难区分疾病相关活性和样品处理造成的假象。

4.2 对半胱氨酸谱扫描：共价药物靶点的大规模发现

传统ABPP针对机制性催化残基，但药物靶点不止是酶，许多非酶蛋白也具备可成药的亲核残基。半胱氨酸是蛋白质组里最亲核的残基之一，而且它的反应性高度依赖局部微环境。用广谱的半胱氨酸反应性探针去标记整个蛋白质组，再和待测共价化合物做竞争，就能发现大量“可配体”的半胱氨酸位点。这个方法常被称作半胱氨酸谱扫描，本质上还是ABPP思路。

这个思路几乎改写了共价药物发现规则。过去做共价抑制剂，很多人只盯着酶活性中心的半胱氨酸，比如某些家族的催化残基。但半胱氨酸谱扫描发现，很多蛋白远离活性位点的变构半胱氨酸也具备很强的亲电反应性，结合后可以稳定特定构象、破坏蛋白-蛋白相互作用或调节复合物组装。这让过去被认为“不可成药”的蛋白多了新的化学口子。

实际操作中，这类实验的数据量很大，一个探针可能标记几千个半胱氨酸位点。筛选标准不是看蛋白量，而是看位点被竞争的比例。只有竞争比例高、且位点没有伴随蛋白丰度下降，才说明是直接结合。我见过很多初学者直接把所有下降位点当作靶点，结果一半是探针标记效率波动造成的假阳性。

4.3 活体ABPP：判断候选药物在体内是否够得着靶点

药物发现后期最头疼的问题之一是：化合物在体外连靶点很强，到了体内到底有没有结合？活体ABPP可以直接回答这个问题。做法是把活性探针直接注射到动物体内，或者让候选化合物先给药，再给予探针，然后取出组织检测靶点剩余标记信号。

实验设计上，常见有两种模式。一种是“候选药物预处理”：先给动物灌胃或静脉注射候选化合物，在设定的时间点再注射ABP探针，随后处死取组织，定量靶点信号。信号下降就说明候选药物在组织里已经结合并保护了靶点，下降程度反映靶点占有率。另一种是“直接探针标记”：探针在体内标记后用组织裂解液分离，评价靶点在生理环境里的可及性。

体内实验最要小心的两个变量是探针的组织分布和代谢稳定性。探针在肝脏可能被酯酶降解，在血液中也可能和血清蛋白结合，导致组织暴露量不足。最好先做探针本身的药代检查，确认目标组织中有足够的探针浓度，再解读靶点占有率的数字。

5. 实际项目中的常见问题与排查心得

5.1 背景信号高：先查富集步骤，再查探针

ABPP最常被吐槽的就是背景高。如果你看到加探针和未加探针的样品信号几乎一样高，大概率不是探针问题，而是链霉亲和素富集阶段把内源性生物素化蛋白带下来了。很多物种的组织样本里都含有大量天然生物素化蛋白，比如参与脂肪酸代谢的酶类，它们不需要探针标记就能被磁珠捕获。

我的排查顺序是固定的。第一，把“未加探针”的对照跑一个完整流程，如果背景仍然很高，说明是磁珠非特异吸附或内源性生物素干扰，需要在洗涤缓冲液里提高去垢剂浓度，或用预封闭的链霉亲和素磁珠。第二，如果未加探针背景不高，但加探针后背景很广，那要怀疑探针浓度过高或孵育时间太长，建议做两到三个浓度梯度，找到标记饱和曲线平台期前的剂量。第三，点击化学反应过度也可能产生探针聚合体，洗脱后跑凝胶时高压分子量位置会有一团信号。

5.2 标记效率差：原因可能藏在缓冲液里

标记效率差的典型表现是目标蛋白信号弱，或者质谱鉴定到的蛋白数远低于预期。这时别急着怪探针，先看裂解液。很多裂解液里的还原剂会干扰探针的亲电弹头，比如高浓度DTT或β-巯基乙醇，它们会直接淬灭反应基团。所以裂解液要尽量避免含游离巯基的还原剂，最好用TCEP或者干脆不做还原。

还要检查pH和去垢剂。弹头反应通常需要中性到弱碱环境，pH降到7.0以下时很多亲电反应速度明显变慢。去垢剂也有讲究，像高浓度SDS虽然裂解能力强，但会把酶的活性中心完全变性，导致探针标记不上。想测活性，就不要沸腾变性或用强离子型去垢剂裂解。常规非离子型去垢剂比较安全，比如Triton X-100或NP-40，浓度控制在0.1%到0.5%。

缓冲液盐浓度同样影响标记效率。太高会压缩蛋白构象，太低又可能让目标蛋白沉淀。我做丝氨酸水解酶谱时，一般控制NaCl在100到150 mM，如果标记效率突然下降，先检查这一步。

5.3 定量波动大：用反扫和重复组判断真假差异

ABPP定量结果波动大的问题，多数来自样品差异而非实验本身。人的组织样本尤其明显，即便同样都是肿瘤，不同个体的蛋白酶活性状态差异很大。解决办法是每组的生物学重复至少四到六个，少于三个就别下结论。技术上也有一个很值得试的做法：把同一样品分成两份，一份加竞争抑制剂，一份不加，计算竞争比例。这个比例比绝对信号更稳定，能抵消总蛋白量差异和质谱进样量波动。

如果质谱定量波动大，还得关注标记探针本身产生的肽段。有些探针标签裂解后会残留修饰在目标肽段上，影响电离效率。遇到这个情况，我会在数据搜库时单独设置动态修饰，把探针残余修饰统一加到搜索参数里。否则同一蛋白的不同标记形式会被拆成不同定量结果，看起来自然是抖的。

5.4 目标不是经典酶类：ABPP的边界在哪

ABPP的名字里有“Activity-Based”，很多人以为它只能标记酶。实际上只要探针弹头能和一个功能相关的亲核残基形成机制性共价键，ABPP思路就能延伸到受体、载体蛋白和转录因子。但边界也很明显：如果你的目标蛋白没有反应活性足够强的亲核残基，也没有可被探针接近的配体口袋，ABPP就无能为力。

所以真实项目里，我不会把它当成万能钓靶工具，而是当成“活性+可配体”双重筛选器。它能告诉你的最重要信息是：某一群蛋白在病理状态下存在活性差异，并且这种差异能被小分子竞争。这两条同时满足，才值得进入药物发现流程。

这几年做下来，我最大的体会是ABPP不是要取代传统蛋白质组学，而是给靶点发现增加了一个“功能坐标”。很多团队还在纠结为什么转录组和蛋白组给的候选靶点做不出来，其实换一把探针跑一版活性谱，答案往往就藏在那些“表达量没变但活性变了”的蛋白里。如果你正被表达谱和表型之间的gap卡住，我建议别急着继续堆样本，先找合适的探针做一轮竞争式ABPP，大概率会看到另一批目标蛋白。